La communication intraspécifique est basée sur l’échange de signaux entre les membres d’une même espèce. Les signaux intraspécifiques peuvent être de plusieurs types : chimiques, acoustiques, visuels,… Les signaux chimiques émis par un animal et qui modifient le comportement ou la physiologie d’autres organismes sont appelés sémiochimiques (message porté par les composés chimiques) (Nordlund and Lewis, 1976). Les sémiochimiques utilisés pour la communication intraspécifique sont appelés phéromones (Blum, 1996 ; Todd, 2006).
Glandes odorifères #
La plupart des Hétéroptères possèdent des glandes odorifères qui produisent divers produits chimiques ayant un rôle surtout défensif (Carayon, 1971 ; Staddon, 1979 ; Aldrich, 1988 : Millar, 2005). Ces composés peuvent avoir plusieurs fonctions qui ne sont pas encore toutes connues. Des phéromones à multiples fonctions ont été décrites chez les Hétéroptères. Plusieurs auteurs ont pensé que leur seule action était de faire fuir les agresseurs ; nous verrons que ce n’est pas toujours le cas. Les glandes dorso-abdominales (fig. 58) sont essentiellement des glandes présentes chez les jeunes qui ne fonctionnent qu’occasionnellement chez l’adulte (cependant les glandes abdominales dorsales des jeunes sont loin de toujours régresser et il en subsiste presque toujours des traces voire des restes encore fonctionnels d’après Carayon). Les glandes métathoraciques par contre, sont des structures propres à l’adulte avec un haut degré de spécialisation anatomique et physiologique. Les glandes odorifères abdominales et métathoraciques (fig. 59 et 60) forment ensemble le système glandulaire odorifère qui est une des caractéristiques de l’ordre des Hétéroptères (Carayon, 1966).
Figure n° 60 : Agrandissement des clichés précédents de glandes odorifères avec leur zone d’évaporation chez un adulte de Cimex lectularius (Harracca, 2012). Au centre : agrandissement X100 du dernier cliché.
Les glandes odorifères métathoraciques sont formées d’un repli interne de la membrane intersegmentaire, non invaginable. La lumière du sac est donc bordée de cuticule. Les cellules glandulaires forment deux sacs latéraux de part et d’autre d’un réservoir médian dépourvu de cellules.
On retrouve les trois mêmes couches de la membrane intersegmentaire : (1) une couche extracellulaire relativement fine formant la membrane basale ; (2) une couche unique de cellules épithéliales prise « en sandwich » ; (3) une autre couche extracellulaire relativement épaisse, apicale, constituant l’intima de la cuticule de la glande.
L’épithélium des glandes odorifères est formé de différents types cellulaires dont certains (les cellules sécrétrices) produisent la substance odorante, d’autres (les cellules de l’intima, les cellules des canaux) forment les structures (réservoirs, canalicules) qui conduisent et entreposent les substances odorantes. Les cellules sécrétrices (fig. 61) sont les plus grandes en volume de tout l’épithélium de ces glandes odorifères (volume égal à 50 cellules de l’intima ou 50 cellules des canaux).
Figure 61 : Schéma général représentant une unité sécrétrice formée de deux cellules de glande odorifère métathoracique d’Hétéroptère, Aradus betulae (Staddon, 1979 ; Rossiter et Staddon., 1983).
Les glandes odorifères métathoraciques de Cimex lectularius sont constituées de glandes paires et d’un réservoir central situés dans le métathorax à la base de l’abdomen. Le contenu de ces glandes est déversé à travers un canal sur une zone d’évaporation située entre la seconde et troisième hanche sur la partie dorsale du premier segment abdominal.
Phéromone d’alarme #
L’analyse du contenu de ces glandes révèle la présence de 73 à 92 % de (E)-2-hexenal et (E)- 2-octenal, 8 à 27% d’acétaldéhyde, 2-butanonne et deux composés inconnus (Collins, 1968 ; Levinson et al., 1974). Levinson et Bar Ilan (1971) ont testé les deux composés majeurs, (E)- 2-hexenal et (E)-2-octenal, seuls et en mélange et ils ont montré que les punaises de lit ne sont pas regroupées en présence des papiers imprégnés. De plus, lorsqu’on leur présente ces composés dans les mêmes proportions que celles déversées par les glandes odorifères, les punaises regroupées se dispersent.
C’est pour cela qu’historiquement, le (E)-2-hexenal et le (E)-2-octenal (fig. 62), ont été interprétés comme phéromones d’alarme des punaises de lit (Levinson et Bar Ilan, 1971, Levinson et al., 1974).
Figure 62 : Formules chimiques topologiques de l’hex-2-énal et l’oct-2-énal.
Marx (1955) a testé une hypothèse selon laquelle les punaises seraient attirées par l’odeur de leurs congénères en faisant des tests avec des disques de papier précédemment imbibés par l’odeur de punaises ou non (fig. 63). Elle a montré que les punaises testées semblaient plus souvent se regrouper lorsqu’elles sont en contact avec les disques de papier imbibés. Cependant d’autres expériences n’ont pas montré d’orientation de groupe ou de préférence pour les disques précédemment imbibés (Kemper, 1936, Usinger, 1966). Levinson et Bar Ilan (1971) ont répété l’expérience de Marx et confirmé ses résultats. Levinson et Bar Ilan (1971) ont prouvé que le regroupement sur les disques de papiers imbibés était accru plusieurs heures après le début des tests. Les expériences de 30 minutes proposées par Usinger (1966) étaient probablement trop courtes pour que les insectes expriment leurs différences.
Figure 63 : Schématisation des expériences de Marx (1955) sur papiers imbibés et déplacement des punaises (Weeks et al., 2011).
La phéromone d’alarme est un mélange des deux aldéhydes sécrétés par les glandes odorifères (voir partie I). La formule de synthèse la plus efficace dans les travaux de laboratoire est un mélange de 75 : 25 de (E)-2-hexenal et de (E)-2-octenal. Des concentrations dans l’air supérieures à 0,25 ug/mL d’octenal et 1,36 ug/mL d’hexenal incitent les punaises à bouger leurs antennes à plusieurs reprises ainsi qu’à quitter leur refuge en formant des petits cercles centrifuges fermés à la vitesse de 2 cm/s. La concentration est un paramètre très important à prendre en compte car de faibles taux de ces aldéhydes correspondent à la phéromone d’agrégation retrouvée en suspension dans l’air (Levinson et al., 1974 ; Siljander et al., 2008).
Selon la concentration utilisée, on observe un temps de latence compris entre 13 à 50 secondes pour la sortie des punaises de leur cachette. Plus cette concentration est élevée, plus le temps de latence est réduit (Levinson et Bar Ilan, 1971 ; Levinson et al., 1974).
Autres phéromones #
A l’heure actuelle trois phéromones ont été mises en évidence chez les punaises de lit : une phéromone d’alarme qui permet la dispersion des punaises et dont nous avons parlé précédemment, une phéromone de contact qui permet la reconnaissance des refuges et une phéromone de regroupement ou dite d’agrégation en suspension dans l’air qui les attire vers leurs refuges (Levinson et al., 1974 ; Levinson et Bar Ilan, 1971 ; Siljander et al., 2008 ; Siljander et al., 2007).
Phéromone de contact
De nombreuses punaises sont retrouvées au cours d’inspection dans leurs cachettes. Ce caractère grégaire a permis quelques bénéfices au cours de l’évolution : une protection assurée contre les prédateurs, des partenaires sexuels rapidement disponibles.
Comme les punaises sont sujettes à la dessiccation, ces formes de regroupement permettent aussi de conserver un taux d’hydratation correct (Werthein et al., 2005 ; Benoit et al., 2009).
Ces phéromones sont appelées « inhibitrices » car elles inhibent tout mouvement de l’insecte en contact. Siljander en 2007 a prouvé que les punaises de lit étaient capables de sécréter des composés « inhibiteurs » s’apparentant à des phéromones par leur fèces afin de marquer leurs refuges.
Il n’y a pas de consensus actuel sur l’intégration de ces substances par les deux sexes et les différents stades (Siljander et al., 2007 ; Olson et al., 2009).
Olson et son équipe en 2009 a laissé un papier filtre de 25 mm exposé à cinq punaises adultes mâles et cinq femelles pendant deux jours (soit 48,9 punaises/h/cm2).
Dans un enclos dix punaises adultes ont été mises en présence de ce disque. 78 % de ces punaises se sont regroupées sur ce papier filtre durant quatre heures. Des tests avec des juvéniles ont conclu à des résultats similaires. De plus, les punaises ayant subi des antennectomies étaient incapables de se regrouper sur les papiers imprégnés (Olson et al., 2009).
Ce regroupement observé était amplifié juste après un repas sanguin. Tandis que les punaises
« affamées » étaient moins enclines à se regrouper. On peut alors supposer que la quête de l’hôte et la phéromone d’alarme priment en période de jeun.
L’équipe de Siljander en 2007 a exposé dix punaises à un papier filtre de 9 cm de diamètre pendant six jours soit (11,3 punaises /heure / cm2). Les punaises confinées sur le papier filtre étaient des mâles, des femelles ou des juvéniles. Chaque punaise avait le choix entre un disque souillé de déjections et un disque propre toutes les 16-18 heures. Il y a eu une attraction statistiquement significative pour les disques souillés différente selon l’âge et le sexe.
Les juvéniles restaient attirés par les disques souillés par d’autres juvéniles tandis que les mâles et les femelles étaient attirés par les disques souillés par les mâles et évitaient systématiquement les disques souillés par les femelles.
Dans les logements infestés, les adultes, juvéniles, œufs et exuvies sont retrouvés ensemble dans les cachettes (Usinger, 1966) et l’on suppose que ces dernières possèdent des phéromones de contact propres à tous les stades. Cependant les travaux de Siljander en 2007 semblent démontrer que les punaises éviteraient les refuges ne regroupant que des femelles et que les juvéniles évitent ceux des adultes.
Olson en 2009 n’a pas retrouvé cette spécificité de regroupement mais au contraire selon ses résultats, les adultes et les juvéniles seraient attirés par la phéromone de contact produite par les adultes. Cependant, l’olfactomètre de l’expérience d’Olson a détecté une concentration plus importante de la phéromone de contact (48,9 contre 11,3 punaises/h/cm2). Cette différence pourrait elle être à l’origine de la divergence de leurs travaux ?
Phéromone d’agrégation
Pour recréer les conditions biologiques afin d’étudier ce type de phéromone, les émissions volatiles de 700 punaises ont été nécessaires. Celles-ci étaient confinées dans un bocal pendant 72 heures dont on a pompé 8640 litres d’air (Olson et al., 2009).
Les composés volatiles piégés par cette technique ont pu être fractionnés par chromatographie, puis leur reconnaissance s’est effectuée sur chromatographie gazeuse et spectrométrie de masse.
La phéromone recréée est un mélange de dix composés : nonanal, decanal, (E)-2-hexenal, (E)- 2-octenal, (2E, 4E)-octadienal, benzaldehyde, (+) et (-) limonene, sulcatone et benzylalcool.
Les concentrations de (E)-2-hexenal et (E)-2-octenal étaient au moins dix fois supérieures à tous les autres composés retrouvés.
En laboratoire, ce mélange reconstitué a été testé grâce à un olfactomètre à la concentration que libéreraient 200 punaises en une heure. Les juvéniles, mâles et femelles vierges se regroupaient de façon significative (mais jamais les femelles s’étant déjà accouplées). Ces punaises restaient sensibles à cette phéromone de synthèse jusqu’à la dixième dilution du mélange. (Siljander et al., 2008).
Nous évoquerons en détail dans la partie IV, les fonctions potentiellement utiles de ces phéromones au contrôle de l’infestation par les punaises de lit.
Antennes #
Sensilles : les microcapteurs chimiosensoriels #
La détection des molécules odorantes chez les insectes met en jeu des structures particulières, les sensilles, surtout situés sur les antennes, qui représentent des micro-organes (ou organules) sensoriels véritablement programmés pour l’olfaction. Ils recouvrent les articles antennaires par milliers et fonctionnent comme des microcapteurs périphériques des molécules odorantes de l’air environnant.
Il existe différents types de sensilles mais tous ont une architecture commune, un système de pores tubulaires qui connecte le milieu extérieur à la lumière sensillaire renfermant les dendrites des neurones sensoriels (deux à trois cellules sensorielles par sensille). En coupe transversale, les pores cuticulaires et l’entrée des molécules odorantes sont séparés des cellules nerveuses cibles par un fluide aqueux protecteur, la « lymphe sensillaire » (fig. 64). Cette lymphe, équivalent chez les insectes au mucus nasal des mammifères, constitue une véritable barrière pour les molécules odorantes très hydrophobes.
Figure 64 : Représentation générale du modèle d’un sensille détectant les phéromones chez les insectes lépidoptères (Pelosi et Maida, 1995). La lymphe sensillaire est isolée de l’hémolymphe.
Chaque sensille répond de façon spécifique à une molécule chimique ou à une famille de molécules chimiques, ce qui explique la grande diversité morphologique.
Sur la base de leur spécificité chimiosensorielle, on reconnaît au moins cinq types de sensilles olfactifs : (1) les sensilles trichoïdes, larges, épais et allongés (25-35 mm), impliqués dans la réception des molécules de phéromone sexuelle (2) les sensilles basiconiques, plus petits (15- 25 mm), présents dans les deux sexes chez une grande variété d’insectes, impliqués dans la reconnaissance de molécules odorantes généralistes (les molécules volatiles des plantes, des œufs ou des juvéniles); (3) les sensilles placodéiques ou plaques olfactives des antennes d’abeilles et de scarabées; (4) les sensilles cœloconiques en « pince à linge »; et (5) les sensilles chaétiques; ces deux derniers types, répartis dans différentes parties du corps de l’insecte, sont sensibles aux molécules odorantes ou gustatives, au gaz carbonique, à la température, à l’humidité ou à une combinaison de ces différentes modalités chimiques.
Le répertoire sensillaire des insectes est donc très varié, répondant parfaitement à la diversité des stimuli chimiques et au nombre infini de molécules odorantes et gustatives.
Protéines se liant aux odeurs: odorant-binding proteins
Ce mécanisme n’a pas encore été mis en évidence chez la punaise de lit cependant, il est probable qu’il est proche de celui découvert pour les insectes lépidoptères.
Pour traverser la lymphe et atteindre les neurones sensoriels, des mécanismes périphériques de solubilisation des molécules odorantes sont nécessaires. De petites protéines acides, très concentrées dans la lymphe, permettraient la solubilisation des molécules odorantes.
Ces protéines, qui se lient aux molécules odorantes à la périphérie des neurones olfactifs, sont appelées odorant-binding proteins (OBP). Les OBP sont des chaînes polypeptidiques simples (environ 150 acides aminés) caractérisées par six cystéines reliées par trois ponts disulfures, donnant aux OBP une structure spécifique.
Les OBP auraient de multiples fonctions. Lorsque les tubules cuticulaires sont au contact direct des neurones sensoriels à l’intérieur du sensille, les molécules odorantes débouchant du tubule activeraient les récepteurs moléculaires olfactifs et les OBP agiraient en inhibiteurs précoces, libérant le récepteur des molécules odorantes et présentant ces molécules aux enzymes de dégradation (modèle de contact).
Lorsque les canaux tubulaires s’étendent à l’intérieur du sensille à distance des neurones et délivrent les molécules odorantes directement dans la lymphe, les OBP pourraient prendre en charge le transport des molécules odorantes jusqu’aux récepteurs olfactifs.
Une fois que les molécules odorantes ont pénétré à l’intérieur du sensille, plusieurs interactions sont alors possibles, conduisant soit à l’activation du récepteur, soit à l’inactivation et à l’élimination de la molécule odorante par une enzyme de dégradation, l’estérase sensillaire (modèle de l’équilibre cinétique).
Dans ce modèle, l’OBP pourrait se lier plusieurs fois à une molécule odorante avant ou après l’interaction de celle-ci avec le récepteur et une molécule odorante pourrait interagir avec plusieurs récepteurs avant d’être inactivée.
Ce schéma assigne donc aux OBP des propriétés multifonctionnelles: solubilisation, transport et protection vis-à-vis des enzymes de dégradation .
Chez les insectes, les OBP seraient plus que de simples transporteurs.
Elles participeraient activement au filtrage et à la reconnaissance des signaux olfactifs à la périphérie des neurones sensoriels.
Chaque OBP aurait un répertoire de ligand bien établi avec une affinité déterminée pour une molécule odorante ou une série chimique spécifique.
Différents groupes d’OBP ont été identifiés en fonction des molécules odorantes auxquelles ils se lient. Des protéines appartenant à la famille des OBP sont également présentes dans les sensilles gustatifs.
Le premier relais synaptique de l’information codée en potentiels d’action se situe au niveau antennaire puis elle est relayée par les corps pédonculés.
Le système olfactif des insectes ne répond pas seulement à des composés chimiques isolés mais aussi à certains types de mélanges contenant des ratios assez spécifiques des composés.
Les composés sémiochimiques volatils sont connus pour jouer un rôle dans la localisation de l’hôte, le regroupement et le comportement d’alarme mais leur rôle dans l’accouplement est encore inconnu.
Les sensilles de type olfactif ne sont présents que sur les antennes dans les travaux chez Cimex lectularius, ce qui confirme leur importance majeure d’organe olfactif de la punaise de lit.
Le rôle de l’antenne dans l’olfaction a été étudié à la fois grâce à des études d’antennectomie partielle ou totale et d’électrophysiologie.
Chez Cimex lectularius, chaque antenne est composée de quatre articles : le scape, le pédicelle et deux articles formant un flagelle terminal. Le flagelle possède une grande diversité de sensilles : des sensilles olfactifs potentiels et des soies ressemblant à des sensilles (fig. 65).
Figure 65 : Tête d’un mâle de Cimex lectularius avec vue dorsale de l’antenne droite (Levinson et al., 1974).
Sc : scapus, pe : pédicelle, f1 : premier segment flagellé, f2 : second segment flagellé, o1 et o2 : les deux régions olfactives, e : œil
Le reste de l’antenne est recouvert de soies ressemblant à des sensilles avec des chémorécepteurs de contact et des mécanorécepteurs. Deux régions dédiées à l’olfaction ont été identifiées sur le bord interne et externe du segment flagellé terminal, elles sont dénommées o1 et o2.
Les études d’antennectomie ont été menées afin de déterminer le rôle de l’antenne et du système olfactif dans des comportements spécifiques. Cependant les antennes ont d’autres rôles sensoriels chez les insectes comme la perception de l’humidité, de la température ou du contact.
Lorsque les stimuli de contact sont retirés dans différentes expériences, l’attraction olfactive est très souvent perdue (Siljander et al, 2007).
Le pédicelle est supposé jouer un rôle dans le regroupement (sans cette partie de l’antenne, on note une diminution significative dans le regroupement des punaises), il possède des sensilles gustatifs et des mécanorécepteurs. Ces derniers pourraient jouer un rôle dans la connexion entre punaises en favorisant le thigmotactisme qui maintient le groupe. Le rôle des récepteurs gustatifs est recherché à ce jour, une hypothèse est son rôle dans le regroupement des congénères loin de l’hôte (Olson, 2014).
Sept types de sensilles ont été identifiés sur le flagelle terminal. Quatre des sensilles ont une cuticule poreuse, condition préalable pour détenir une fonction olfactive.
En comparaison avec d’autres insectes hématophages, les punaises de lit ont un faible nombre de sensilles olfactives : 9 sensilles à bâtonnets striés (le type C) et 6 sensilles à bâtonnets extrémité lisses (type D) et 29 sensilles qui ressemblent plus à des poils (type E) (fig. 66).
Figure 66 : Différents types de sensilles en coupe transversale sur le segment terminal d’une femelle de Cimex lectularius adulte (Levinson et al., 1974) à droite et ses schémas explicatifs (Steinbrecht et Müller, 1976) à gauche. soie de type A1 section proche de l’apex, (b) : soie de type A2 (c) : type c avec sa lumière centrale contenant les dendrites, (c) : type D, (e): poil contenant le type E1, (f) : poil contenant E2 ; C : cuticule, d : dendrite, g : striation, p : pore, pt : pore tubulaire, ul : lumière non innervée, sc : canal du rayon
